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Ciências Agrárias
Publicado: 2018-10-02

Establishment and initial development in vitro of Yellow Ipe

Pós-Graduação em Engenharia Florestal, Universidade Federal do Paraná – UFPR, 80.210-170, Curitiba-PR, Brasil.
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M. O. Pereira

Doutoranda do Programa de Pós-Graduação em Engenharia Florestal, Universidade Federal do Paraná – UFPR, 80.210-170, Curitiba-PR, Brasil.
Universidade do Estado de Santa Catarina - UDESC
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M. C. Navroski

Prof. Adjunto do Departamento de Engenharia Florestal. Area de Soilvicultura e Melhoramento Florestal
Pós-Graduação em Engenharia Florestal, Universidade do Estado de Santa Catarina – UDESC/CAV, 88.520-000, Lages-SC, Brasil.
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A. Meneguzzi

Mestre pelo Programa de Pós-Graduação em Engenharia Florestal, Universidade do Estado de Santa Catarina – UDESC/CAV, 88.520-000, Lages-SC, Brasil.
Universidade do Estado de Santa Catarina – UDESC/CAV, 88.520-000, Lages-SC, Brasil.
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J. L. Marcon Filho

Doutor pelo Programa de Pós-Graduação em Produção Vegetal, Universidade do Estado de Santa Catarina – UDESC/CAV
Handroanthus chrysotrichus micropropagation native tree species

Resumo

Micropropagation protocol success clearly depends on the establishment and initial development in vitro. Following steps can only be performed after obtaining of aseptic cultures endowed with good plant vigor. This study aimed to evaluate different culture medium and agar concentrations in the establishment and early development in vitro yellow ipe. For both experiments the source of explants were shoot apical segments, obtained in vitro seed germination. For the first experiment was used a ½ WPM (diluted to 50% normal salt concentration) and different concentrations of agarose (4, 6, 8 and 10 g L-1). For the experiment of culture nutrient medium treatments were: control (agar and water); MS medium; ½ and ¼ MS; WPM; ½ and ¼ WPM. After 30 days of culture were performed evaluations. For the agar concentration experiment evaluated the percentage of contamination, establishment, in vitro root formation and callus, number of roots and leaves. For the experiment of culture medium evaluated the percentage of establishment and in vitro formation of roots, number of roots and leaves. With increasing concentrations of agar added to the culture medium, it was found that there is a significant increase in the formation and in the number of roots per plant yellow ipe. The WPM and the diluted ½ and ¼ provided greater root formation and with better training, and more training leaves. We conclude that higher agar concentration, the lower the callus formation and the WPM and their dilutions are effective in establishing and initial in vitro development of yellow ipe.

Referências

  1. AMARAL, V. F. M. Multiplicação in vitro de Cedrela fissilis Vell. Dissertação (Mestrado em Engenharia Florestal) – Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria. 63p. 2006.
  2. BASSAN, J. S. Comportamento in vitro de canafístula [(Peltophorum dubium (Sprengel) Taubert)]. Dissertação (Mestrado em Ciências) – Universidade Federal de Pelotas, Pelotas, RS. 101p. 2006.
  3. CALDAS, L. S. et al. Meios nutritivos. In: CALDAS, L. S. et al. Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. Brasília: EMBRAPA-SPI/EMBRAPA - CNPH, v. 1, 509 p. 1998.
  4. FLORES, V. A. et al. Estabelecimento e multiplicação in vitro de Luehea divaricata Mart. & Zucc. Revista Ciência Florestal, 21: 175-182. 2011.
  5. GEORGE, E. F. et al. Micropropagation: uses and methods. In: George EF et al. (Eds.). Plant propagation by tissue culture: the background. 3. ed. Dordrecht: Springer, v. 1, p. 29-64. 2008.
  6. GEORGE, E. F. 1993. Plant propagation by tissue culture. The technology. Edington: Exegetics, 574 p.
  7. GOMES, C. A. G.; PAIVA, R. Enraizamento in vitro de brotações obtidas a partir de segmentos nodais de Moreira (Maclura tinctoria). Scientia vitae, 3: 3-9. 2014.
  8. GRATTAPAGLIA, D.; MACHADO, M. A. Micropropagação. In: TORRES, A. C et al. (Eds.). Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. Brasília: Embrapa-SPI/Embrapa-CNPH, p.183-260. 1998.
  9. GUERRA, M. P.; NODARI, R. O. Material Didático de apoio à disciplina de biotecnologia. Universidade Federal de Santa Catarina. 2006. Disponível em: www.cca.ufsc.br/lfdgv/Apostila.htm. Acesso em: 14 maio de 2017.
  10. HARRY, I. S.; THORPE, T. A. In vitro culture of forest trees. In: VASIL, I. K.; THORPE, T. A. Plant cell and tissue culture. Dordrecht: Kluwer Academic, p. 539-560. 1994.
  11. HU, C. Y.; WANG, P. J. Meristem, shoot tip and bud culture. In: EVANS, D. A. et al. (Eds.). Handbook of plant cell cultures. New York: Macmillan, 1: 177-227. 1983.
  12. JUNIOR, F. P. C. P.; PEREIRA, S.E. J. Germinação e propagação in vitro de cerejeira (Amburana acreana (Ducke) A.C. Smith - Fabaceae). Revista Ciência Florestal, 22:1-9. 2012.
  13. LLOYD, G.; McCOWN, B. Commercially feasible micropropagation of mountains laurel, Kalmia latifolia by use of shoot tip culture. Combined Proceedins International Plant Propagators Society, Washington, 30: 327 – 421. 1981.
  14. LOPES, S. O. et al. Influência da tiamina no cultivo in vitro de Pilocarpus pennatifoluis. Caderno de Farmácia, 13: 167-168. 1997.
  15. LORENZI, H. Arvores brasileiras: manual de identificação e cultivo de plantas arbóreas nativas do Brasil. Nova Odessa: Plantarum, 368 p. 1992.
  16. MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A. Revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497. 1962.
  17. OLIVEIRA, L. M. et al. Temperatura e regime de luz na germinação de sementes de Tabebuia impetiginosa (Martius ex A. P. de Candolle) Standley e T. serratifolia Vahl Nich. - Bignoniaceae. Ciência e Agrotecnologia 29: 642-648. 2005.
  18. OLIVEIRA, L. M. et al. Avaliação da qualidade de sementes de Tabebuia serratifolia Vahl Nich. e T. impetiginosa (Martius ex A. P. de Candolle) Standley (Bignoniaceae) pelo teste de raios X. Revista Brasileira de Sementes, 26: 138-143. 2004.
  19. PÉREZ-PARRON, M. A. Micropropagation of Fraxinus angustifolia from mature and juvenile plant material. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 37: 297-302. 1994.
  20. PIERIK, R. L. M. In vitro of higher plants. Dordrecht: Martinus Nyhoff, 344 p. 1987.
  21. PINTO, J. E. B. P. et al. Efeito do pH, de concentrações de sais e de ágar no enraizamento in vitro de Kielmeyera coriaceae (Spr.) Mart. Guttiferae. Ver. Ceres, 242: 331-343. 1995.
  22. RESENDE, M. D. V.; DUARTE, J. B. Precisão e controle de qualidade em experimentos de avaliação de cultivares. Pesquisa Agropecuária Tropical, 37: 182-194. 2007.
  23. ROMBERGER, A.; TABOR, C. A. The Picea abies shoot apical meristem in culture. American Journal of Botany, 58: 131-140. 1971.
  24. SOUZA, A. V. et al. Germinação de embriões e multiplicação in vitro de Lychnophora pinaster Mart. Ciência e agrotecnologia, Edição Especial: 1532-1538. 2003.
  25. STACHEVSKI, W. T. et al. Efeito do meio de cultura na calogênese in vitro a partir de folhas de erva-mate. Pesquisa Florestal Brasileira. 33: 339-342. 2013.
  26. THORPE, T. A. et al. Application and micropropagation to forestry. In: DEBERGH, P.C.; ZIMMERMAN, R. H. Micropropagation: technology and application, Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, p. 311-336. 1991.
  27. TORRES, A. C. et al. Cultura de tecidos e transformação genética de plantas. Brasilia. Embrapa SPI/CNPH. v. 1. p.509. 1998.
  28. XAVIER, A. et al. Micropropagação e enxertia in vitro de espécies florestais. In: BORÉM, A. (Ed.). Biotecnologia Florestal. Viçosa: Suprema, p. 55-74. 2007.

Como Citar

Pereira, M. O., Navroski, M. C., Meneguzzi, A., Marcon Filho, J. L., & Reiniger, L. R. S. (2018). Establishment and initial development in vitro of Yellow Ipe. Scientific Electronic Archives, 11(5), 47–53. https://doi.org/10.36560/1152018566